Abb. 1: Rhizosphäre mit Bodenfestphase (SM), Bodenlösung (SS) und Boden-Gasphase (SG); ein sich entwickelndes Wurzelsystem kreiert räumliche Heterogenität in zwei Dimensionen und wird überlagert von zeitlicher Variabilität: Wurzelwachstum (A), Lebenszyklus von Wurzeln und Pilzhyphen (B), tägliche oder saisonale Schwankungen in der Aktivität von Wurzeln (z.B. Ausscheidungen) (C) und assoziierter Organismen (D), modifiziert nach Luster et al. 2009.

Abb. 2: Methode zur Kennzeichnung von Wurzelausscheidungen der Weissen Lupine: Wurzelkasten (links); Mikro-Saugkerze zur Sammlung von Bodenlösung (rechts oben); Installation von Saugkerzen um eine Cluster-Wurzel (rechts Mitte); zeitliche Variabilität der Citrat-Ausscheidung während des Lebenszyklus einer Cluster-Wurzel (rechts unten); Fotos: J. Dessureault-Rompré; Daten aus Dessureault-Rompré et al. 2007.

Abb. 3: Fluoreszenz-Spektren phenolischer Wurzelausscheidungen der Fichte (oben) und der Aluminium-Komplexe, welche diese Verbindungen in der Bodenlösung bilden (unten); diese Komplexbildung trägt unter Umständen zur hohen Aluminium-Toleranz der Fichte bei; Daten aus Heim et al. 1999.

Die Rhizosphäre ist definiert als derjenige Teil des Bodens, der von Pflanzenwurzeln und assoziierten Organismen wie Bakterien und Mykorrhiza-Pilzen beeinflusst wird. In diesem Forschungsthema wollen wir die Bedeutung von Rhizosphären-Prozessen für die Mobilisierung von Nährstoffen und toxischen Substanzen sowie für biogeochemische Stoffkreisläufe in natürlichen Ökosystemen quantifizieren.

Die Bedeutung der Rhizosphäre

Die Rhizosphäre ist der Anteil des Bodens der von der Aktivität von Pflanzenwurzeln und assoziierten Mikroorganismen beeinflusst wird. Sie unterscheidet sich in vielerlei Hinsicht vom wurzelfernen Boden. Wasseraufnahme durch die Pflanze hat Gradienten in der Bodenfeuchte zur Folge. Die Kombination von Wasser- und Nährstoffaufnahme führt zu chemischen Gradienten in der Bodenfestphase und in der Bodenlösung. Wurzeln und Pilzhyphen können auch Gase wie Kohlendioxid oder Sauerstoff in die Bodenluft abgeben oder anorganische und organische Substanzen in die Bodenlösung ausscheiden. Dies kann  die Mobilität und Bioverfügbarkeit von Nährstoffen und toxischen Substanzen in der Rhizosphäre beeinflussen. Die hohe Verfügbarkeit von leicht abbaubaren Kohlenstoff-Verbindungen führt dazu, dass die mikrobielle Aktivität in der Rhizosphäre bis zu 50 mal grösser sein kann als im wurzelfernen Boden.

Die Rhizosphäre ist ein „Hot Spot“ biogeochemischer Umwandlungen und entsprechender Stoffflüsse.

Wissenschaftliche Herausforderungen und der Beitrag der Forschungseinheit „Bodenwissenschaften“

Auf der Mikroskala verfügen wir über ein detailliertes qualitative Verständnis individueller biologischer, chemischer und physikalischer Prozesse in Böden und an den Schnittstellen zwischen Pflanzenwurzeln, Mikroorganismen und Bodenbestandteilen. Wir wissen aber zu wenig, in wie weit die komplexen Wechselwirkungen in der Rhizosphäre die Funktionen von Böden und Ökosystemen als Ganzes quantitativ beeinflussen.

Wir wollen deshalb die spezifische Rolle von Rhizosphären-Prozessen quantifizieren. Die Schwerpunkte dabei sind (i) die Mobilität und Verfügbarkeit von Nährstoffen und potentiell toxischen Metallen, und (ii) die biogeochemischen Kreisläufe von Kohlenstoff und wichtigen Nährelementen in natürlichen Ökosystemen.

Wie erreichen wir unsere Ziele ?

Wir setzen hierfür spezifische Methoden und Werkzeuge ein. Einige davon sind bereits etabliert, andere möchten wir demnächst implementieren.

• Verschiedene Labor-Systeme für hydroponische Experimente zur Kennzeichnung potentieller Wurzelausscheidungen und der Nährstoffaufnahme
  
• Mikrokosmen wie Wurzelkästen und Kompartiment-Systeme. Diese erlauben es, unter kontrollierten Bedingungen verschiedene Aspekte von durchwurzeltem Boden zu untersuchen, insbesondere wie sie von der Distanz zur Wurzel oder der Wurzeldichte abhängen. Dazu gehören Wurzelausscheidungen, chemische Gradienten im Boden oder in der Bodenlösung sowie Gradienten in mikrobieller Aktivität und Gemeinschaftsstruktur.
• Spezielle Mikrosonden zur räumlich hochaufgelösten Beprobung von Bodenlösung, unter anderem zur Erfassung von Gradienten zwischen wurzelnaher und –ferner Bodenlösung.
• Mikroanalytische Verfahren wie Kapillarelektrophorese und induktiv-gekoppeltes Plasma-Massenspektrometrie mit Mikro-Probeninjektion.
• Stabile Isotopen-Markierungs-Techniken zur Quantifizierung der Raten von Wurzelausscheidungen, Wurzelatmung, mikrobieller Transformationen, mikrobieller Assimilation und Aufnahme in die Pflanze.
• Diverse Techniken zur Bestimmung mikrobieller Stickstoffumsetzungsraten: Isotopenverdünnung (Mineralisierung, Nitrifizierung, Immobilisierung); Acetyleninhibierungs-Methode für die potentielle Denitrifikation
  
• Geophysikalische Methoden wie elektrische Widerstands-Tomographie zur Abschätzung des aktiven Wurzelraums als Grundlage für Upscaling.
• Modelle zur Erklärung und Voraussage von Wasser- und Stoffflüssen in der Wurzelzone.

Projekte

• Biogeochemische Kreisläufe in Flussauen:
  Plant-soil-microbe interactions at different succession stages as key for understanding and process-based modelling of C and N transformations in floodplains
  
• Nährstoff-Mobilisierung und biogeochemische Kreisläufe in Gletscher-Vorfeldern:
  Ecological interactions between higher plants and microorganisms in the acquisition of biolimiting nutrients N, P and K – Soil Solution Part
  
• Kohlenstoff-Kreisläufe in Wäldern:
  Fluxes, pools and turnover of C within the fine root systems of individual trees at a natural forest stand
  
• Wurzelausscheidung und Phosphor- und Metallmobilisierung:
  Root exudation by Lupinus albus and Thlaspi species and effects on trace metal mobility in soils
  
• Rhizosphären-Prozesse in Schwermetall-belasteten Böden:
  From Cell to Tree: the soil
  
• Wurzelausscheidung als Metalltoleranz-Mechanismus:
  Aluminium and heavy metal induced organic acid exudation of forest tree roots and the role of ectomycorrhizas
  The role of root exudates in the aluminium tolerance of Norway spruce
  

Internationale Netzwerke und Konferenzen

• Ehemalige COST Aktion 631
• Konferenzen „Rhizosphere 2“ (Montpellier 2007) und „Rhizosphere 3“ (Perth 2011)

Buch und Internet-Publikation zu Methoden in der Rhizosphären-Forschung

• Luster, J.; Finlay, R. (eds.). 2006. Handbook of Methods used in Rhizosphere Research. Birmensdorf, Swiss Federal Research Institute WSL. 536 pp
  Infos / Bestellung der Druckversion; Online Ausgabe

Weitere Publikationen

• Luster, J.; Göttlein, A.; Sarret, G.; Nowack, B. 2009. Sampling, defining, characterising and modeling the rhizosphere – the soil science toolbox. Plant Soil, doi: 10.1007/s11104-008-9781-3
• Brunner, I.; Luster, J.; Günthardt-Goerg, M.S.; Frey, B. 2008. Heavy metal accumulation and phytostabilisation potential of tree fine roots in a contaminated soil. Env. Poll. 152: 559-568
  
• Dessureault-Rompré, J.; Nowack, B.; Schulin, R.; Tercier-Waeber, M.-L.; Luster, J. 2008. Metal solubility and speciation in the rhizosphere of Lupinus albus. Environ. Sci. Technol. 42: 7146-7151
• Dessureault-Rompré, J.; Nowack, B.; Schulin, R.; Luster, J. 2007. Spatial and temporal variation in organic acid anion exudation and nutrient anion uptake in the rhizosphere of Lupinus albus L.. Plant and Soil, 301: 123-134.
• Qin, R; Hirano, Y; Brunner I. 2007. Exudation of organic acid anions from poplar roots after exposure to Al, Cu and Zn. Tree Physiology 27: 313-320.
• Dessureault-Rompré, J.; Nowack, B.; Schulin, R.; Luster, J. 2006. Modified micro suction cup/ rhizobox approach for the in-situ detection of organic acids in rhizosphere soil solution. Plant and Soil 286: 99-107
• Frey, B.; Stemmer, M.; Widmer, F.; Luster, J; Sperisen, C. 2006. Microbial activity and community structure of a soil after heavy metal contamination in a model forest ecosystem.. - Soil Biol. Biochem: 38: 1745-1756.
• Nowack, B.; Rais, D.; Frey, B.; Menon, M.; Schulin, R.; Günthardt-Goerg, M.S., Luster, J. 2006. Influence of metal contamination on soil parameters in a lysimeter experiment designed to evaluate phytostabilization by  afforestation. Forest, Snow, and Landscape Research 80: 201-211.
• Rais, D.; Nowack, B.; Schulin, R.; Luster, J. 2006. Sorption of trace metals by different standard and micro suction cups used as soil water samplers as influenced by dissolved organic carbon. - J. Environ. Qual. 35: 50-60.
• Luster, J.; Heulin, T.; Finlay, R.; Hartmann, A. 2005. Chairpersons comments: Cutting edge technologies - matching gaps in rhizosphere methodology with innovative probing and imaging approaches. In: Hartmann, A.; Schmid, M.; Wenzel, W.W.; Hinsinger, P. (Eds.) Rhizosphere 2004 - Perspectives and challenges - a tribute to Lorenz Hiltner. GSF-Bericht 05/05. GSF-Forschungszentrum, Neuherberg: 243-246.
• Rais, D. 2005. Soil solution chemistry in a heavy metal contaminated forest model ecosystem. ETH Zurich, Diss. ETH Nr. 16091.
• Heim, A.; Brunner, I.; Frossard, E.; Luster, J. 2003. Aluminum Effects on Picea abies at Low Solution Concentrations. - Soil Sci. Soc. Am. J. 67: 895-898.
• Heim, A.; Brunner, I.; Frey, B.; Frossard, E.; Luster, J. 2001a. Root exudation, organic acids, and element distribution in roots of Norway spruce seedlings treated with aluminium in hydroponics. - J. Plant Nutr. Soil Sci. 164: 519-526.
• Heim, A.; Luster, J.; Brunner, I.; Frey, B.; Frossard, E. 1999. Effects of aluminium treatment on Norway spruce roots: Aluminium binding forms, element distribution, and release of organic substances. - Plant Soil 216: 103-116.

Mitarbeitende

Jörg Luster (Bodenchemie)
Ivano Brunner (Wurzeln)
Beat Frey (Bodenorganismen)
Elisabeth Graf Pannatier (Bodenwasser)
Stephan Zimmermann (Bodengasaustausch)
Juna Shrestha (Doktorandin, Flussauen)
Tina Endrulat (Doktorandin, Kohlenstoffflüsse)
Daniela Steiner (Labor)
Daniel Christen (Labor)
Alois Zürcher (Labor)
Marco Walser (Feld)
Roger Köchli (Feld)
Zentrallabor (Chemische Analysen)

Kontakt

• Jörg Luster